主题:【分享】【参数解读总结篇】基因扩增仪(PCR)的技术参数解读与使用

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【参数解读】基因扩增仪(PCR)的技术参数解读与使用
PCR技术的基本原理

PCR技术的基本原理 类似于DNA的天然复制过程,其特异性依赖于与靶序列两端互补的寡核苷酸引物。PCR由变性--退火--延伸三个基本反应步骤构成:①模板DNA的变性:模板DNA经加热至93℃左右一定时间后,使模板DNA双链或经PCR扩增形成的双链DNA解离,使之成为单链,以便它与引物结合,为下轮反应作准备;②模板DNA与引物的退火(复性):模板DNA经加热变性成单链后,温度降至55℃左右,引物与模板DNA单链的互补序列配对结合;③引物的延伸:DNA模板--引物结合物在TaqDNA聚合酶的作用下,以dNTP为反应原料,靶序列为模板,按碱基配对与半保留复制原理,合成一条新的与模板DNA 链互补的半保留复制链重复循环变性--退火--延伸三过程,就可获得更多的“半保留复制链”,而且这种新链又可成为下次循环的模板。每完成一个循环需2~4分钟, 2~3小时就能将待扩目的基因扩增放大几百万倍。
请您来解析:

1、普通PCR仪,梯度PCR仪,原位PCR仪,实时荧光定量PCR仪四类仪器有何异同?


2、我们应该如何根据检测需求来选购PCR的四类仪器?
根据检测的定量要求来选择仪器类型。

3、PCR的核心参数都有哪些?
核心参数是温度控制。

4、梯度PCR仪可以分离不同DNA的片段吗?与普通PCR的异同在哪?

梯度PCR可以分离不同DNA片段,与普通PCR仪不同的地方在于。可以设置一系列的梯度退火温度进行扩增,从而一次性PCR扩增就可以筛选出表达量高的最适合退火温度进行有效的扩增。主要用于研究未知DNA退火温度的扩增,这样可节省试验时间、提高实验效率,又节约实验成本。

5、使用过程中常见的问题
PCR反应的最大特点是具有较大扩增能力与极高的灵敏性,但令人头痛的问题是易污 染,极其微量的污染即可造成假阳性的产生. 
一、污染原因 
  (一)标本间交叉污染:标本污染主要有收集标本的容器被污染,或标本放置时,由于 密封不严溢于容器外,或容器外粘有标本而造成相互间交叉污染;标本核酸模板在提 取过程中,由于吸样枪污染导致标本间污染;有些微生物标本尤其是病毒可随气溶胶 或形成气溶胶而扩散,导致彼此间的污染.   
(二)PCR试剂的污染:主要是由于在PCR试剂配制过程中,由于加样枪、容器、双蒸水 及其它溶液被PCR核酸模板污染.   
(三)PCR扩增产物污染.这是PCR反应中最主要最常见的污染问题.因为PCR产物拷贝量 大(一般为1013拷贝/ml),远远高于PCR检测数个拷贝的极限,所以极微量的PCR产物 污染,就可造成假阳就可形成假阳性.    还有一种容易忽视,最可能造成PCR产物污染的形式是气溶胶污染;在空气与液体面摩 擦时就可形成气溶胶,在操作时比较剧烈地摇动反应管,开盖时、吸样时及污染进样 枪的反复吸样都可形成气溶胶而污染.据计算一个气溶胶颗粒可含48000拷贝,因而由 其造成的污染是一个值得特别重视的问题. 
  (四)实验室中克隆质粒的污染:在分子生物学实验室及某些用克隆质粒做阳性对照的 检验室,这个问题也比较常见.因为克隆质粒在单位容积内含量相当高,另外在纯化 过程中需用较多的用具及试剂,而且在活细胞内的质粒,由于活细胞的生长繁殖的简 便性及具有很强的生命力.其污染可能性也很大.
      二、污染的监测   
一个好的实验室,要时刻注意污染的监测,考虑有无污染是什么原因造成的污染,以 便采取措施,防止和消除污染. 
对照试验   
1.阳性对照:在建立PCR反应实验室及一般的检验单位都应设有PCR阳性对照,它是PCR 反应是否成功、产物条带位置及大小是否合乎理论要求的一个重要的参考标志.阳性 对照要选择扩增度中等、重复性好,经各种鉴定是该产物的标本,如以重组质粒为阳 性对照,其含量宜低不宜高(100个拷贝以下).但阳性对照尤其是重组质粒及高浓度阳 性标本,其对检测或扩增样品污染的可能性很大.因而当某一PCR试剂经自己使用稳 定,检验人员心中有数时,在以后的实验中可免设阳性对照.
2.阴性对照:
每次PCR实验务必做阴性对照.它包括①标本对照:被检的标本是血清就用 鉴定后的正常血清作对照;被检的标本是组织细胞就用相应的组织细胞作对照.②试剂 对照:在PCR试剂中不加模板DNA或RNA,进行PCR扩增,以监测试剂是否污染.    3.重复性试验    4.选择不同区域的引物进行PCR扩增 

三、防止污染的方法 
  (一)合理分隔实验室:将样品的处理、配制PCR反应液、PCR循环扩增及PCR产物的鉴定 等步骤分区或分室进行,特别注意样本处理及PCR产物的鉴定应与其它步骤严格分开. 最好能划分①标本处理区;②PCR反应液制备区;③PCR循环扩增区;④PCR产物鉴定区. 其实验用品及吸样枪应专用.实验前应将实验室用紫外线消毒以破坏残留的DNA或RNA.   
(二)吸样枪:吸样枪污染是一个值得注意的问题.由于操作时不慎将样品或模板核酸吸 入枪内或粘上枪头是一个严重的污染源,因而加样或吸取模板核酸时要十分小心,吸 样要慢,吸样时尽量一次性完成,忌多次抽吸,以免交叉污染或产生气溶胶污染. 
  (三)预混和分装PCR试剂:所有的PCR试剂都应小量分装,如有可能,PCR反应液应预先 配制好,然后小量分装,-20℃保存.以减少重复加样次数,避免污染机会.另外,PCR试剂,PCR反应液应与样品及PCR产物分开保存,不应放于同一冰盒或同一 冰箱. 
(四)防止操作人员污染,使用一次性手套、吸头、小离心管应一次性使用.   
(五)设立适当的阳性对照和阴性对照,阳性对照以能出现扩增条带的最低量的标准病 原体核酸为宜,并注意交叉污染的可能性,每次反应都应有一管不加模板的试剂对照 及相应不含有被扩增核酸的样品作阴性对照.   
(六)减少PCR循环次数,只要PCR产物达到检测水平就适可而止.   
(七)选择质量好的Eppendorf管,以避免样本外溢及外来核酸的进入,打开离心管前 应先离心,将管壁及管盖上的液体甩至管底部.开管动作要轻,以防管内液体溅出.   

常见问题分析与对策 
PCR产物的电泳检测时间    一般为48h以内,有些最好于当日电泳检测,大于48h后带型不规则甚致消失。  假阴性,不出现扩增条带    PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备,②引物的质量与特异性,③酶的质量及, ④PCR循环条件。寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。 
      模板:①模板中含有杂蛋白质,②模板中含有Taq酶抑制剂,③模板中蛋白质没有消 化除净,特别是染色体中的组蛋白,④在提取制备模板时丢失过多,或吸入酚。⑤模 板核酸变性不彻底。在酶和引物质量好时,不出现扩增带,极有可能是标本的消化处 理,模板核酸提取过程出了毛病,因而要配制有效而稳定的消化处理液,其程序亦应 固定不宜随意更改。   
酶失活:需更换新酶,或新旧两种酶同时使用,以分析是否因酶的活性丧失或不够而 导致假阴性。需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭。   
引物:引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称,是PCR失败或扩增条带不 理想、容易弥散的常见原因。有些批号的引物合成质量有问题,两条引物一条浓度 高,一条浓度低,造成低效率的不对称扩增,对策为:①选定一个好的引物合成单 位。②引物的浓度不仅要看OD值,更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳,一定要有 引物条带出现,而且两引物带的亮度应大体一致,如一条引物有条带,一条引物无条 带,此时做PCR有可能失败,应和引物合成单位协商解决。如一条引物亮度高,一条 亮度低,在稀释引物时要平衡其浓度。③引物应高浓度小量分装保存,防止多次冻融 或长期放冰箱冷藏部分,导致引物变质降解失效。④引物设计不合理,如引物长度不 够,引物之间形成二聚体等。 
  Mg2+浓度:Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大,浓度过高可降低PCR扩增的特 异性,浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。    反应体积的改变:通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。或100ul,应用多 大体积进行PCR扩增,是根据科研和临床检测不同目的而设定,在做小体积如20ul 后,再做大体积时,一定要模索条件,否则容易失败。   
物理原因:变性对PCR扩增来说相当重要,如变性温度低,变性时间短,极有可能出 现假阴性;退火温度过低,可致非特异性扩增而降低特异性扩增效率退火温度过高影 响引物与模板的结合而降低PCR扩增效率。有时还有必要用标准的温度计,检测一下 扩增仪或水溶锅内的变性、退火和延伸温度,这也是PCR失败的原因之一。   
靶序列变异:如靶序列发生突变或缺失,影响引物与模板特异性结合,或因靶序列某 段缺失使引物与模板失去互补序列,其PCR扩增是不会成功的。 
假阳性    出现的PCR扩增条带与目的靶序列条带一致,有时其条带更整齐,亮度更高。    引物设计不合适:选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性,因而在进行PCR扩增 时,扩增出的PCR产物为非目的性的序列。靶序列太短或引物太短,容易出现假阳 性。需重新设计引物。
      靶序列或扩增产物的交叉污染:这种污染有两种原因:一是整个基因组或大片段的交 叉污染,导致假阳性。这种假阳性可用以下方法解决:①操作时应小心轻柔,防止 将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外。②除酶及不能耐高温的物质外,所有试剂或 器材均应高压消毒。所用离心管及样进枪头等均应一次性使用。③必要时,在加标本 前,反应管和试剂用紫外线照射,以破坏存在的核酸。二是空气中的小片段核酸污 染,这些小片段比靶序列短,但有一定的同源性。可互相拼接,与引物互补后,可扩 增出PCR产物,而导致假阳性的产生,可用巢式PCR方法来减轻或消除。
出现非特异性扩增带    PCR扩增后出现的条带与预计的大小不一致,或大或小,或者同时出现特异性扩增带 与非特异性扩增带。非特异性条带的出现,其原因:一是引物与靶序列不完全互补、 或引物聚合形成二聚体。二是Mg2+离子浓度过高、退火温度过低,及PCR循环次数 过多有关。其次是酶的质和量,往往一些来源的酶易出现非特异条带而另一来源的酶 则不出现,酶量过多有时也会出现非特异性扩增。其对策有:①必要时重新设计引 物。②减低酶量或调换另一来源的酶。③降低引物量,适当增加模板量,减少循环次 数。④适当提高退火温度或采用二温度点法(93℃变性,65℃左右退火与延伸)。
出现片状拖带或涂抹带    PCR扩增有时出现涂抹带或片状带或地毯样带。其原因往往由于酶量过多或酶的质量 差,dNTP浓度过高,Mg2+浓度过高,退火温度过低,循环次数过多引起。其对策有:①减少酶量,或调换另一来源的酶。②减少dNTP的浓度。③适当降低Mg2+浓 度。④增加模板量,减少循环次数。
欢迎大家参与讨论,补充自己想交流的参数,说说自己的认识或者提出自己的疑问!!!
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荧光定量PCR问题汇总

1. 定量PCR仪的开关机顺序是怎样的?

  按照正确的开关机顺序操作,有助于延长仪器的使用寿命,减少仪器出故障的频率。

  开机顺序:先开电脑,待电脑完全启动后再开启定量PCR仪主机,等主机面板上的绿灯亮后即可打开定量PCR的收集软件,进行实验。

  关机顺序:确认实验已经结束后,首先关闭信号收集软件,然后关掉定量PCR仪主机的电源,最后关闭电脑。

2. 哪些种类的反应管和盖子适合定量PCR实验使用?有何需要注意的地方?   

  定量PCR实验可以使用以下耗材:96孔光学反应板配合光学膜,0.2 ml光学八联反应管配合光学膜,0.2 ml光学八联反应管配合平盖的光学八联管盖。ABI公司生产的定量PCR耗材的具体使用方法和货号见下表:

3. 为什么要定期对电脑进行磁盘碎片整理?怎样整理?

  当运行实时定量PCR仪及使用软件分析实验结果时,计算机会删除并创建若干文件,计算机硬盘的空闲空间会被分割成越来越多的小块。当硬盘驱动器上文件以分解的碎片存储时,程序需要更长的时间才能存取文件,因为必须多次寻找文件碎片以存取不同的片断。碎片整理实用程序将一个文件分解开的多个碎片合并在一起,并存储到硬盘的同一个位置,从而清除文件碎片,进而优化系统性能。

碎片整理的方法如下:

  · 在Windows桌面上,选择开始(start),我的电脑(My computer)。

  · 在(我的电脑)窗口中,用鼠标右键单击硬盘驱动器,并选择(属性)property。

  · 在(属性)对话框中选择工具(Tools)选项卡,单击开始整理(Defragment now)。

  · 单击碎片整理(Defragment)。

  · 当显示“碎片整理完毕”对话框时,单击(确定)。

  · 在“本地磁盘属性”对话框中,单击(确定)。

  · 为计算机机中剩余的驱动器重复如上步骤。

4. 何时执行windows service pack更新?

  不要执行该操作。除非美国应用生物系统公司代表通知您更新操作系统,否则请不要更新控制定量PCR 仪的计算机的操作系统。新版本的Microsoft Windows操作系统有可能与SDS 软件存在冲突,并导致仪器不能正常运行。如果您希望安装service pack(更新包)以更新操作系统,应查看随SDS 软件提供的版本说明,避免兼容性问题。

5. 应该备份哪些数据?

  应该定期备份您的实验数据,备份频率推荐每周一次,用光盘刻录。同时您也应该备份定量PCR仪的各种纯荧光光谱校正文件、背景文件和安装验证实验数据,这些文件所在的目录是C:/Appliedbiosystems/SDS Document。下图是校正文件的样本。



6.怎么样的实验室环境才能保证仪器设备正常运行?

  良好的实验室环境有助于延长仪器的使用寿命,减少仪器出故障的频率。推荐做到以下几个方面:

  电源:推荐配备合适的UPS或稳压器。

  通风:仪器的通风应该没有阻挡。

  温度:推荐实验室配备空调,温度应该控制在10-30°C之间。

  湿度:20-80%;对于潮湿的省份,推荐实验室配备除湿机。

  空间:易于操作,安全。

7. 怎样判断定量pcr仪的样本加热块是否被污染?怎样清除污染?

  一个办法是运行背景校正反应板,当一个或多个反应孔连续显示出不正常的高信号,则表明该孔可能被荧光污染物。

  另外一种办法是在不放任何物品到样本块上的前提下,执行ROI的校正,当某个孔的信号明显高出其他孔时,则表明该孔被污染。

清除样本加热块污染的步骤如下:

  用移液器吸取少量乙醇并滴入每个污染的反应孔中。

  吹打数次。

  将废液吸入废液杯中。

  重复以上步骤:乙醇三次,去离子水三次。

  确认反应孔中的残留液体蒸发完。

8. 什么是背景校正?多长时间执行一次背景校正?

  背景校正程序测量定量PCR仪所使用的反应管和水的空白荧光强度。在运行校正程序期间,定量PCR仪在10分钟内连续读取背景校正板的荧光强度,信号收集的温度为60°C。随后,SDS软件计算所收集到的荧光强度的平均值,提取结果并保存到校正文件中。软件在今后的分析中将自动调用此校正文件,从实验数据中扣除背景信号。

  因为背景荧光的信号强度随着许多外界因素(比如外来的污染、反应板/反应管的生产厂商不同、水的纯度等)而变化,所以推荐定期进行背景校正,一般每三个月到半年校正一次。

9. 什么是纯荧光校正?多长时间校正一次?

 纯荧光校正是测定各种纯荧光染料标准品的波长和信号强度,通俗地说是让仪器“认识”各种荧光染料。软件收集并储存各种纯荧光染料标准品的荧光信息。以后每次定量实验运行过程中,SDS软件收集样品的原始光谱信号,并将此原始光谱与纯荧光文件中的数据进行比较,精确扣除不同染料的信号重叠部分,从而确定样品中的荧光染料种类和信号强度。

  推荐每半年进行一次纯荧光校正。在运行光谱校正之前,请先进行背景校正和ROI校正。

10.96孔板怎样封膜?

  当使用96孔板做实验的时候,推荐使用光学膜代替盖子来密封反应孔。正确的封膜方法是:先沿着96孔板的纵向压膜,然后横向,最后沿着板的边缘按压使之密封。

11.使用单管或8连管做实验时,在样品加热块上应该怎样安排放置?

  使用单管或8连管做实验,并且样本数量不多的时候,建议在样品加热块(TRAY)上对称地安放样品,最好是纵向放置,并且优先放在第6列或第7列,然后逐渐向两边放置。这样做的好处是热盖压下来的时候不至于发生倾斜,各个反应管的受力和受热都比较均匀,提高孔与孔之间的数据精密性.

12. 绝对定量与相对定量有什么区别?

  绝对定量的目的是测定目的基因在样本中的分子数目,即通常所说的拷贝数。相对定量的目的是测定目的基因在两个或多个样本中的含量的相对比例,而不需要知道它们在每个样本中的拷贝数。

  举例来说,如果研究项目中包括处理过的和未经处理的对照样本,通常可以将未经处理的样本指定为基准,规定其目的基因浓度为100%,将经处理的样本的定量结果除以对照样品的定量结果,就可以计算各个处理样本的基因含量相对于未处理样品的百分比。

  绝对定量实验必须使用已知拷贝数的绝对标准品,必须做标准曲线。相对定量可以做标准曲线,也可以不做标准曲线。

  相对定量实验有两种方法:标准曲线法和CT值比较法。如果使用标准曲线法,可以使用绝对标准品,也可以使用相对标准品,而且相对标准品在实验操作上更为简便易行。相对标准品是只知道样品中DNA或RNA的稀释比例而不需要知道其分子数目的标准品,典型的做法是将一个已知pg数的样品做一系列梯度稀释。

   CT值比较法是利用CT值与起始DNA浓度的对数成反比的数学关系,来计算不同样本之间的相对百分比,其计算公式是。

  绝对定量的数据易于理解,但是绝对标准品的制备和测定其DNA含量比较困难。有许多商业性的标准品试剂盒供选购,可以解决这种困难。

  相对定量的标准品容易在实验室里自己制备,但是数据处理比较麻烦,对实验数据的解释有一定难度。

13. 定量PCR基因表达的实验数据应该如何处理?

  总的来说,有三个层次的校正是必须要做的。

  首先,参比信号校正。试剂中必须包含固定浓度的ROX,这样由于反应总体积的差异、所在孔的位置不同、试管壁的厚度差异、管盖透光性能的差异等所引起的荧光信号波动都能够被扣除,使数据真正反映PCR进程。ROX校正能够极大地改进定量的精确度,提高重复管之间的数据重现性。

  其次,内对照校正。实验中加入样品基本上都是以体积为单位的,但是同样体积的不同样品很可能来自不同数目的细胞,所以将实验结果校正到每个细胞的含量是必要的。方法是在定量目的基因(如IL-2)的同时定量一个内对照基因(如18S RNA基因),然后IL-2/18S。内对照校正使不同样品的实验数据可以相互比较。

  第三,计算相对于基准样品(Calibrator)的相对基因含量。比如研究处理和未处理的、0小时和6小时的、正常和患病的之间的基因表达的差别,则需要计算处理/未处理、6小时/0小时、患病/正常。

14. 标准曲线法相对定量的数据应该怎么处理?

  假设实验的目标是研究药物处理后0、24、48小时IL-2基因在某种组织中的表达量的变化,所用的内对照是18S RNA基因。IL-2和18S RNA的测定结果都是总RNA的pg数,数据的处理方法见下表:

15.什么是CT值比较法?数据怎么处理?

  CT值与起始DNA浓度的对数成反比:

  如果(1)不同管之间的PCR反应效率相同;(2)这些PCR的反应效率接近100%,可以从上面的公式推出相对含量(X01/X02) = 2 -ΔΔCT。假设实验的目标是研究药物处理后0、24、48小时IL-2基因在某种组织中的表达量的变化,所用内对照是18S RNA基因。IL-2和18S RNA的测定结果都是CT值,而没有通过标准曲线测定总RNA的pg数。     

16. 每个反应管中可以加入多少种探针?

  每个反应管中可以加入的探针数目,取决于仪器、软件、试剂和实验设计等几个方面。

  首先是仪器的硬件构成和软件的解析能力。在软件解析能力足够的前提下,全波长检测的定量PCR仪如激光管-CCD类型对于探针的数量实际上是没有限制的。如果信号的采集要通过滤色片,那么探针的数量取决于滤色片的数目,增加探针需要增加或改变滤色片。改动仪器的结构通常很困难。以AB公司的仪器为例,7900和7700是激光-全波长检测的,7000、7300是4色滤色片的,7500是5色滤色片的。

  其次是化学上的可能性。不同的荧光基团要组合到一起,在同一反应管内使用,必须其激发波长既相对靠近又不能靠得太近,既保证信号激发的效率又保证信号不重叠干扰,能够区分清楚。现已发现的荧光基团种类有限,满足这样条件的分子组合更少。目前的最佳组合只能达到每组4到5种荧光的水平。

  第三是实验方案的设计和选用的探针类型。定量PCR实验必须使用ROX校正荧光,占去一种荧光;TaqMan探针的淬灭基团(TAMRA)也要占用一种荧光,对于4色检测的仪器来说,只剩下2种荧光可以标记探针,对于5色检测的仪器还有3种荧光可以使用。如果将探针改用TaqMan MGB探针,由于它的淬灭基团是不发荧光的,比之TaqMan探针就可以多1种荧光用于标记探针。如果实验要求不高,不做ROX校正(AB公司不推荐这样做),还可以再多一种荧光用于标记探针。

  第四是研究应用本身的要求。如果研究SNP和基因突变,因为绝大多数人类基因是2态的,只存在两种等位基因,2条探针已经足够。如果研究基因表达,通常是两两比较居多,比如处理比未处理,正常比异常等,加上一个内对照,3色也就足够了。

  最后是成本控制方面的要求。多重定量的目的一是提高数据精确度,二是节省反应成本。同时测定的基因越多,成本也越低。但是加入4-5种探针,就要同时加入8-10条引物。在引物设计的时候要考虑到尽量减少这些引物之间的竞争和抑制等多种干扰,平衡各对引物之间的PCR效率。虽然这是可以做到的,但是要花费大量时间、人力和物力来筛选最佳引物组合、优化反应条件。如果实验规模不大,在总体上可能反而不合算。

  在实际应用中,不是单纯追求加入的探针越多越好,而是追求总体效益的最优化。比较切合实际的是2到3重反应,引物和探针的设计不太困难,反应条件的优化也不太麻烦,同时降低了成本。

17. 等位基因鉴定实验(比如SNP分型)是定性的研究,是否可以不进行ROX荧光校正?

不,等位基因鉴定实验也要进行ROX荧光归一,以保证实验结果的精密可靠。

  由于试剂加样操作的误差、离心管热量传递的误差、离心管盖透光性能的误差等偶然因素是不可避免的,必然导致荧光激发效率的差异,因此仪器收集到的原始信号必须进行归一化校正,相互之间才可以比较并保证重现性。



  这种校正是通过在反应缓冲液中添加ROX校正荧光来实现的。ROX在反应缓冲液中的浓度是固定的,因此其信号的高低变化只与上述物理方面变化的总体效应有关。将报告荧光的信号除以ROX荧光的信号,就能够消除所有这些物理因素所引起的数据波动。

18. 内标法和外标法哪种数据更精密?

是同样可靠的。内标的优点在于目标基因与管家基因的反应条件最接近一致,缺点在于目标基因与管家基因的引物和探针相互之间会发生竞争与抑制,导致它们的PCR效率有差异。外标的优点在于目标基因与管家基因的引物和探针之间没有发生竞争与抑制的机会,但是不同管之间的反应条件差异比同管的要大,也会导致它们的PCR效率有差异。两相比较,内标法与外标法的数据精确度是一样的。
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很想知道,现如今PCR市场这么多品牌,哪个好点,有没有了解TECHNE这个?
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原文由 DNA梁萧(v2996548) 发表:
很想知道,现如今PCR市场这么多品牌,哪个好点,有没有了解TECHNE这个?


Techne是一家英国品牌,没用过。这个PCR非原位PCR、梯度PCR、荧光定量PCR、数字PCR等,每种类型的PCR仪都有不同的厂商生产,所以PCR以不能一概而论。不过现在市场上荧光定量PCR仪占的份额是最大的,数字PCR是一种发展趋势。
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